自体血液来源的细胞外囊泡对皮肤再生和抗衰老的影响：一项临床研究Effects of Autologous Blood‐Derived Extracellular Vesicles on Skin Regeneration and Anti‐Aging: A Clinical Study - Kang - 2026 - Journal of Cosmetic Dermatology - Wiley Online Library

摘要

引言

自体血液来源的细胞外囊泡(EVs)作为一种新型皮肤年轻化治疗方法日益受到关注。本研究评估了其在改善人类受试者皱纹、提升、水合、屏障功能、色调、光泽、纹理和毛孔大小方面的效果。

目的

本研究旨在评估单次皮内注射自体血液来源细胞外囊泡在三周期间改善多种皮肤参数的临床效果，包括皱纹减少、皮肤提升、水合、屏障功能、色调、光泽、纹理和毛孔大小。

方法

25名40-59岁参与者接受了单次面部自体血液来源细胞外囊泡注射。在治疗前、治疗后5天和治疗后3周使用客观皮肤分析工具和主观自我评估问卷进行评估。

结果

在5天和3周时间点均观察到皱纹深度、皮肤提升、水合、弹性和屏障功能有统计学显著改善(p < 0.05)。皮肤色调、光泽、纹理和毛孔大小在研究期间也显著改善。主观自我评估证实了仪器测量结果，参与者报告的满意度明显提高。研究期间未报告不良反应或安全问题。

结论

本研究证明了自体血液来源细胞外囊泡在面部年轻化方面的临床有效性和安全性，支持其作为非侵入性美容治疗的潜力。

1 引言

皮肤老化是一个受内在和外在因素影响的多方面生物学过程。内在因素，如遗传倾向和细胞衰老，驱动自然老化过程，而紫外线(UV)辐射、环境因素和生活方式选择等外在因素则进一步加速皮肤恶化[1]。这些影响共同导致皮肤完整性下降，表现为胶原蛋白和弹性蛋白减少、屏障功能受损、经皮水分流失(TEWL)增加以及皱纹的可见表现[2,3]。尽管有多种化妆品和医疗治疗方法——如外用维A酸、激光治疗和真皮填充剂——人们对微创、生物驱动和更有效的皮肤年轻化策略的需求仍然存在[4]。

再生医学的最新进展突显了细胞外囊泡(EVs)，特别是外泌体在皮肤病学中的治疗潜力[5]。EVs是纳米级(30-150 nm)颗粒，通过递送生物活性分子（包括蛋白质、脂质、微小RNA(miRNAs)和细胞因子）促进细胞间通讯[6,7]。这些囊泡由各种细胞类型分泌（例如角质形成细胞、成纤维细胞、间充质干细胞(MSCs)和血小板），在组织再生、免疫调节和细胞外基质(ECM)重塑中起基本作用[8,9]。

由于EVs能够刺激成纤维细胞增殖、增强胶原蛋白合成、减轻氧化应激并促进伤口愈合，基于EVs的治疗已成为皮肤病学中一种有前景的方法[10]。临床前和临床研究表明，MSCs和血小板来源的EVs可通过旁分泌信号机制促进真皮再生并减轻老化可见迹象[11-13]。然而，关于同种异体EV治疗的免疫原性、批次间变异性和复杂的监管环境的担忧促使研究人员探索自体EV来源作为可行的替代方案[14]。

自体血液来源的EVs相比传统干细胞来源的EVs具有独特优势。通过利用患者自身的生物材料，它们消除了免疫排斥和病原体传播的风险，同时保持高生物相容性和治疗潜力[15]。尽管皮肤病学中自体血液来源EVs的研究仍然有限，初步研究表明显著益处，包括增强皮肤水合、改善弹性和减少皱纹形成[13]。鉴于其再生潜力，需要进一步精心设计的临床研究来全面评估其效果和安全性。

最近的皮肤病学研究进展日益认识到EVs作为皮肤再生和抗衰老治疗的有希望介质。研究表明，来自间充质干细胞、成纤维细胞甚至植物的EVs可以促进成纤维细胞增殖、增强胶原蛋白合成，并减少光老化皮肤中的氧化应激[16-18]。当代综述进一步指出，化妆品皮肤病学中的外泌体干预仍处于早期临床阶段，但在增强皮肤弹性、水合和屏障修复方面显示出显著潜力[19,20]。这些发现强调了在专注于皮肤年轻化的临床环境中评估自体血液来源EVs制剂的生物学原理。

本研究的目的是评估单次皮内注射自体血液来源EVs在三周期间增强皮肤再生的效果。此外，本研究还评估了建立治疗的安全性概况，为将自体EVs治疗方法整合到皮肤病学实践中提供必要的临床证据。

2 材料和方法

2.1 研究设计

本单中心、前瞻性临床研究在独立临床研究机构进行。研究方案和知情同意文件经机构审查委员会(IRB No. GIRB-24N07-HG)审查批准，符合赫尔辛基宣言(1964)及其后续修正案的伦理原则。

共招募了25名健康成人（11名40多岁和14名50多岁；18名女性和7名男性；平均±标准差=49.6±3.3岁）。纳入标准包括40-59岁成年人，表现为轻度至中度面部光老化和可见皱纹，Fitzpatrick皮肤类型II-IV，以及愿意在研究期间避免其他美容程序。排除标准包括怀孕或哺乳、对研究材料的已知过敏、活动性皮肤病或全身性疾病、抗凝剂使用、肥厚性疤痕或瘢痕疙瘩病史，以及在过去3个月内参与其他临床试验。每位参与者接受了单次皮内注射自体EVs制剂，使用33G针头均匀分布在全脸区域的中至深层真皮层。

临床评估在基线（第0天）、第5天和第3周在受控环境条件（温度20°C-24°C，相对湿度45%-55%）下进行，经过30分钟适应期后。所有参与者在入组前提供了书面知情同意。

2.2 自体血液来源EVs制备

自体血液来源的EVs从当天采集和处理的外周血样本中分离。全血以3500 rpm离心10分钟获得血浆，然后以10 000 × g再次离心10分钟以去除剩余的细胞碎片。使用35 nm qEV1柱(Izon Science Ltd., New Zealand)通过尺寸排阻色谱法(SEC)从2 mL血浆中纯化EVs组分。在加载血浆前，用27 mL无菌生理盐水平衡柱子以去除储存防腐剂并稳定基质。

丢弃前4.7 mL洗脱液，收集随后的2.8 mL含有EVs富集组分的洗脱液。使用纳米颗粒跟踪分析(NTA, NanoSight PRO, Malvern Panalytical, UK)确定颗粒浓度和尺寸分布。回收颗粒的模态直径约为90 nm，属于根据细胞外囊泡研究最低信息(MISEV)指南报告的小EVs典型尺寸范围(30-150 nm)[21]。

基于SEC的分离和NTA分析证实了小EVs的成功富集，同时最大限度地减少了可溶性血浆蛋白的污染，提供了标准化和可重复的自体EVs来源，适用于皮内应用。

2.3 皱纹、皮肤提升、纹理和毛孔参数评估

所有参与者在测量前在受控环境条件（20°C-24°C温度和45%-55%相对湿度）下适应30分钟。使用Antera 3D CS系统(Miravex Ltd., Dublin, Ireland)分析眼周和鼻唇沟区域的皱纹深度、表面粗糙度和毛孔形态，该系统采用多方向LED照明和多光谱3D重建生成高分辨率表面拓扑图。

使用皱纹分析模式确定眼周和鼻唇沟区域的皱纹深度和皱纹体积，而整体提升效果则通过基于皮肤表面位移的体积提升指数进行量化。表面纹理由算术平均粗糙度值(Ra，以微米表示)表征，毛孔形态被量化为总毛孔面积(mm2)和平均毛孔体积(mm3)。每个区域测量三次，使用平均值进行分析。皱纹深度、Ra和毛孔面积的减少以及提升指数的增加被解释为皮肤表面平滑度和紧致度的改善。

2.4 皮肤弹性、水合和屏障功能评估

在适应30分钟后的20°C-24°C和45%-55%相对湿度条件下，使用标准化设备(Courage + Khazaka Electronic GmbH, Cologne, Germany)测量脸颊区域的皮肤生物力学和屏障参数。

使用2 mm探针和450 mbar负压的Cutometer Dual MPA 580评估皮肤弹性。每次测量包括三个吸放循环（各1秒），自动计算弹性参数R2 (Ur/Ue)以表示总皮肤弹性，R2值越高表示弹性越大。使用Corneometer CM 825评估皮肤水合，该仪器测量角质层的电容，三次读数的平均值以任意单位(AU)表示。使用Tewameter TM 300通过开室探针测量经皮水分流失(TEWL)，每次测量持续25秒，最后3秒的平均值以g/m2 h表示。在双侧脸颊上进行重复测量，使用平均值进行分析。

2.5 皮肤色调和光泽评估

使用配备佳能EOS 5D数码相机和六滤光轮照明的Visia-CR成像系统(Canfield Scientific Inc., Fairfield, NJ, USA)分析皮肤色调和光泽。在两个预定义的成像模式下获取标准化照片，以确保各时间点之间具有可比性。

在Standard2模式下，通过计算CIELAB色彩空间中的L-值（亮度）来量化整体皮肤亮度，该值客观表示皮肤亮度。在平行偏振模式下，基于偏振光反射分析确定表面光泽强度，提供皮肤亮度和光泽的指数。所有图像数据使用I-Max plus软件(ING PLUS Co., Korea)处理，在每个时间点（基线、治疗后第5天和第3周）保持相同的照明和相机定位。L-值和光泽强度的增加被解释为皮肤色调和整体亮度的增强。

2.6 安全性和不良事件评估

基于研究期间确定的不良事件(AEs)对所有参与者的安全性进行评估。记录治疗后发生的以及随访期间自发出现的所有与测试程序相关的AEs。在每次就诊时（基线、治疗后5天和治疗后3周），皮肤科医生评估注射部位并记录任何局部反应，如红斑、水肿、压痛、硬结或瘙痒。还询问参与者在观察期间出现的任何全身症状。使用所有报告的事件计算AEs的总体发生率，结果用作产品安全性评估的参考数据。未报告重大或严重AEs，且没有参与者因治疗相关反应而退出研究。因此，自体血液来源的EVs制剂在本研究中被认为适用于临床使用。

2.7 皮肤密度测量

使用Skin Scanner (TPM, Germany)评估皮肤密度。该仪器使用22 MHz超声换能器产生短电脉冲以创建密度图像并提取定量数据。分析表皮和真皮密度值(%)，这些综合密度值（表皮+真皮）的增加表明皮肤紧凑度的改善。在三个时间点进行测量：治疗前、治疗后5天和治疗后3周。所有扫描均在研究方案规定的受控温度（20°C-24°C）和湿度（45%-55%）条件下进行30分钟适应期后进行。

2.8 主观自我评估评估

为评估自体血液来源细胞外囊泡(EV)治疗后的参与者报告结果，根据批准的临床方案(GMEA-MT-24074)进行了结构化自我评估问卷。

25名参与者在两个治疗后时间点——治疗后第5天和第3周完成了调查。问卷包括11个项目，用于评估皱纹外观、皮肤紧致度、水合、屏障功能、皮肤色调、光泽、纹理、毛孔细化、弹性和整体皮肤状况的感知改善。每个项目按五点李克特量表评分，范围从"非常同意(5)"到"非常不同意(1)"，如临床报告中所定义。将3分或更高的响应（"中立"、"同意"或"非常同意"）归类为积极响应，并计算每个参数在两个评估时间点的积极评分百分比。参与者在标准化条件下独立完成问卷，以尽量减少响应偏差。自我评估表中提到的任何治疗相关不适或不良反应均在同次就诊时由研究者审查和验证。为展示目的，选择了五个代表性参数——皱纹、弹性、水合、色调和毛孔外观——以可视化结果部分中主观改善的整体趋势。

2.9 统计分析

所有统计分析均使用IBM SPSS Statistics 27.0版(IBM Corp., USA)进行。在推断性检验之前，使用Shapiro-Wilk检验评估数据分布的正态性。对于满足正态性假设的数据集，应用重复测量方差分析(ANOVA)比较三个时间点（基线、治疗后5天和治疗后3周）的值。通过Mauchly检验验证球形假设，当假设不满足时，解释多变量检验中的Wilks' lambda。使用受试者内对比分析检查时间点之间的差异。如果正态性假设不满足，则使用非参数Friedman检验。然后使用Wilcoxon符号秩检验进行成对比较，并使用Bonferroni校正对多重比较进行显著性水平调整。

所有分析采用双侧显著性阈值p < 0.05。当通过重复测量ANOVA分析时，统计显著性表示为**p < 0.05，当通过Wilcoxon符号秩检验分析时，表示为*#*p < 0.05，与原始临床报告一致。

3 结果

3.1 皱纹深度减少和皮肤紧致度改善

三维成像显示，随着时间的推移，眼周和鼻唇沟皱纹减少以及皮肤提升效果得到改善。如图1A所示，治疗后面周皱纹明显减少。定量分析证实，3周后眼周皱纹深度减少了19.05%（图1B）。同样，与基线相比，鼻唇沟皱纹减少了19.68%（图1B）。提升效果在眼周和鼻唇沟区域也显而易见。如图1A所示，治疗后观察到皮肤紧致度明显增强。相应分析显示，3周时眼周提升体积减少了17.55%，鼻唇沟提升体积减少了29.38%（图1B），表明结构支撑和皮肤弹性得到改善。

图1 三维(3D)成像和定量分析，显示治疗前、治疗后5天和治疗后3周的眼周和鼻唇沟皱纹深度及提升效果。(A)代表性3D图像，显示不同时间点的眼周皱纹和提升，以及鼻唇沟皱纹和提升。(B)基于25名临床试验参与者数据的眼周皱纹和提升以及鼻唇沟皱纹和提升的定量分析。数据表示为平均值±标准差。统计显著性由*#p* < 0.05表示，使用Wilcoxon符号秩检验分析。

3.2 皮肤水合、屏障功能、光泽和弹性的增强

皮肤水合评估显示，EV治疗后水合水平显著提高。如图2A所示，与基线相比，5天时水合水平提高了22.65%，3周时提高了34.52%。此外，TEWL分析表明，5天时减少了16.17%，3周时减少了25.85%，表明皮肤屏障功能得到增强（图2B）。这些发现表明，EV治疗有效改善了皮肤水合和屏障完整性。

图2 25名参与者的皮肤临床评估结果，包括治疗前、治疗后5天和治疗后3周。(A)显示随时间变化的皮肤水合变化图。(B)经皮水分流失(TEWL)测量，表明皮肤屏障功能的改善。(C)皮肤光泽强度的定量分析。(D, E)代表性面部图像和相应图表，显示皮肤色调(L-值)的变化。(F)显示不同时间点皮肤弹性(R2)分析的图表。数据表示为平均值±标准差。统计显著性由重复测量ANOVA分析的p < 0.05和Wilcoxon符号秩检验的#p < 0.05表示。

对皮肤光泽和色调的评估进一步证实了治疗的益处。如图2C所示，光泽强度随时间显著增加，反映了更明亮的肤色。同样，图2D显示皮肤色调得到增强，治疗后5天和3周观察到显著改善。这些变化表明，EV应用有助于产生明显更健康、更明亮的外观。

使用R2参数测量的皮肤弹性也表现出显著改善。如图2E所示，弹性在5天时提高了17.81%，在3周时提高了29.76%，表明皮肤紧致度和弹性逐渐增强。

3.3 皮肤纹理增强、毛孔减少和真皮密度增加

三维成像显示，EV治疗后皮肤纹理和毛孔细化逐渐改善。如图3A所示，随着时间的推移，皮肤表面明显变得更加光滑，粗糙度降低，均匀性提高。定量分析显示，治疗后3周，皮肤粗糙度(Ra)减少了17.11%（图3B），证实了皮肤纹理的显著改善。

图3 皮肤纹理、毛孔和皮肤密度随时间变化的三维成像和定量评估。(A)代表性3D图像，显示治疗前、治疗后5天和治疗后3周的皮肤纹理和毛孔结构变化。(B)25名临床试验参与者的皮肤纹理粗糙度(Ra)、毛孔面积和毛孔体积的定量分析，显示随时间推移的渐进改善。(C)基于超声的横截面图像，显示治疗前后皮肤结构和密度的变化。(D)临床试验参与者测量的皮肤密度(%)的定量箱线图分析，表明随时间密度增加。数据表示为平均值±标准差。统计显著性由*#p* < 0.05表示，使用Wilcoxon符号秩检验分析。

除了纹理细化外，还评估了毛孔特征。结果表明毛孔尺寸和体积显著下降，5天时毛孔面积减少了32.35%，3周时进一步减少到46.80%。同样，毛孔体积在5天时减少了36.16%，3周时减少了50.62%（图3B）。这些发现表明，EV治疗有效缩小毛孔尺寸，有助于改善皮肤外观。

为进一步研究皮肤结构变化，使用基于超声的成像评估皮肤密度。如图3C所示，治疗后横截面图像显示真皮密度增加。定量分析证实，3周时皮肤密度增加了10.43%（图3D），表明治疗促进了真皮完整性和结构强化。

3.4 基于主观自我评估的持续皮肤改善

通过结构化自我评估调查评估的参与者报告结果表明，自体血液来源EVs给药后，多个皮肤参数的感知改善呈渐进趋势。如图4所示，关于皱纹减少、皮肤弹性、水合、皮肤色调和毛孔细化的反应从治疗后5天到治疗后3周呈上升趋势，表明治疗效果持续。

图4 堆叠条形图，显示治疗后5天(5D)和3周(3W)对皱纹减少、皮肤弹性、水合、皮肤色调和毛孔细化的主观自我评估中参与者反应的分布。使用五点李克特量表（非常不同意、不同意、中立、同意、非常同意）评估反应。随时间推移，积极反应（同意和非常同意）的比例逐渐增加，表明治疗后感知皮肤参数的持续改善。

观察到3周后选择"同意"或"非常同意"的参与者比例在所有参数上显著增加。皱纹减少随时间推移被感知为显著改善，3周时报告有利反应的参与者比例高于治疗后5天。同样，皮肤弹性显示出积极反应的渐进增加，表明真皮紧致度和结构完整性得到改善。水合水平和屏障功能在3周时也被主观评为更高，反映了水分保持和表皮保护的增强。皮肤色调和毛孔外观的改善也遵循类似趋势，参与者感知到更均匀的肤色和更精细的皮肤纹理。除这些关键参数外，皮肤整体光泽、纹理光滑度和对治疗结果的总体满意度的主观评估也表现出一致增加（数据未显示）。这些发现共同表明，单次自体血液来源EVs疗法既提供了即时改善，又在治疗后至少3周内持续改善皮肤质量。

4 讨论

本研究调查了自体血液来源EVs疗法对皮肤再生的临床影响，重点关注三周期间皱纹减少、皮肤紧致度、水合、屏障功能、光泽、弹性、纹理、毛孔大小和皮肤密度。研究结果表明，单次皮内注射自体EVs导致所有评估参数均出现统计学显著改善，突显了这种治疗作为有效、微创皮肤年轻化方法的潜力。

本研究中采用的分离方案遵循MISEV 2023共识推荐的方法学框架[21]，结合基于SEC的纯化和纳米颗粒跟踪分析来验证纳米级EVs的回收。这种标准化方法确保了一致获取预期生物物理范围内的EVs富集血浆组分，并最大限度地减少非囊泡血浆成分的干扰。鉴于本研究的临床设计，这种EVs的操作定义为评估其再生功效提供了可靠基础，同时保持了对美容皮肤病学实践的转化相关性。这些发现表明，基于EVs的疗法可能代表一种改善整体皮肤质量和真皮再生的新型且生物相容的方法。

观察到的临床改善——特别是在弹性、毛孔减少和纹理方面——与最近的证据一致，表明EVs治疗具有多通路机制。根据最近的荟萃分析和系统性综述，EVs可以调节细胞外基质重塑，减弱MMP活性，并增强真皮组织中的血管生成[9,22-24]。此外，美容EVs疗法不断发展的前景强调了机遇和挑战，如EVs分离和递送的标准化，这强化了对方法学严谨的临床研究（如本研究）的需求[25,26]。

本研究中观察到的眼周和鼻唇沟皱纹减少与先前研究表明，基于EVs的疗法通过增强胶原蛋白合成和成纤维细胞活性，改善皮肤弹性并减少皱纹深度[8,27]。治疗后3周，眼周皱纹深度减少19.05%，鼻唇沟皱纹减少19.68%，表明EVs疗法有效对抗与年龄相关的胶原蛋白降解和ECM退化。此外，眼周和鼻唇沟提升体积分别减少17.55%和29.38%表明真皮结构完整性和皮肤紧致度得到改善。这些结果与先前研究表明EVs促进成纤维细胞增殖、胶原蛋白沉积和弹性蛋白产生，从而支持组织重塑和皮肤紧致一致。EVs的再生特性归因于其货物，包括miRNAs、生长因子和细胞因子，这些已知影响ECM周转、减少氧化应激并调节炎症通路[28]。鉴于对非侵入性和生物驱动抗衰老干预日益增长的需求，这些结果强化了EVs治疗在皮肤病学中的潜力。

除了皱纹减少和提升效果外，皮肤水合和屏障功能的改善也显而易见。皮肤水合增加34.52%和TEWL减少25.85%表明EVs疗法增强了水分保持并加强了表皮完整性。这些效果可能与外泌体生物活性分子的存在有关，如透明质酸结合蛋白和脂质代谢调节因子，这些已被证明有助于表皮屏障强化[29]。此外，治疗后光泽增强和皮肤色调改善表明，EVs疗法可能有助于对抗色素沉着不规则和氧化应激诱导的色素沉着[30]。弹性在3周时增加29.76%的观察结果进一步支持了EVs疗法通过恢复成纤维细胞功能和促进结构蛋白合成在真皮重塑中发挥作用的假设。这些发现与先前研究表明EVs能够增强成纤维细胞活性并改善整体皮肤弹性的研究一致[30,31]。

EVs疗法还对皮肤纹理、毛孔大小和皮肤密度显示出显著影响。皮肤粗糙度减少17.11%和毛孔体积减少50.62%表明该治疗有效细化皮肤纹理并缩小毛孔可见度[32]。这些改善可能归因于外泌体货物的抗炎和重塑特性，这些特性促进角质形成细胞更新并调节皮脂产生，从而产生更光滑和更均匀的皮肤表面[33]。此外，超声成像确认的皮肤密度增加10.43%表明，EVs疗法加强了表皮和真皮层，有助于整体结构增强。鉴于皮肤密度是维持年轻有弹性的皮肤的关键因素，这些发现突显了自体EVs在皮肤病学应用中的更广泛再生潜力。

总的来说，本研究的结果提供了支持自体血液来源EVs疗法在皮肤再生方面有效性的有希望证据。在多个皮肤参数上观察到的改善突显了其作为生物相容性、微创皮肤年轻化方法的潜力[34]，尽管需要更大规模的对照研究和延长随访以确认这些发现并完善治疗方案。未来研究还应阐明EVs介导皮肤再生的分子机制，以进一步增强这种新兴模式的治疗精确性。

5 结论

这些发现支持自体血液来源EVs疗法作为微创和生物驱动皮肤年轻化方法的治疗潜力。通过利用自体生物材料，这种疗法降低了免疫排斥和病原体传播的风险，提供了相对于传统同种异体或合成替代品的优势。然而，虽然本研究提供了支持其有效性的有希望证据，但仍需要更大样本量、延长随访期和机制研究的额外研究，以进一步验证长期益处并优化治疗方案。未来研究还应侧重于阐明EVs介导皮肤再生的精确分子通路，从而在皮肤病学中实现更靶向和有效的治疗应用。

作者贡献

H.K.和J.-H.K.设计了研究。S.P.提供了资源，H.K.起草了原始论文，J.P.、H.-G.K.和S.P.审阅和编辑了论文。J.-H.K.、Y.C.和D.G.进行了研究。

致谢

作者感谢所有志愿者以及全球医学研究中心在独立执行本研究方面的协助。

伦理声明

本研究方案获得了全球医学研究中心机构审查委员会(GIRB-24N07-HG)的批准。

同意书

已获得所有参与者的书面知情同意，包括用于出版和展示临床照片的特定同意。

利益冲突

作者声明无利益冲突。

数据可用性声明

支持本研究发现的数据可向通讯作者索取。由于隐私或伦理限制，数据不公开。

参考文献

1. M. A. Farage, K. W. Miller, P. Elsner, and H. I. Maibach, "Characteristics of the Aging Skin," Advances in Wound Care 2, no. 1 (2013): 5–10.
2. L. Baumann, "Skin Ageing and Its Treatment," Journal of Pathology 211, no. 2 (2007): 241–251.
3. J. Krutmann, A. Bouloc, G. Sore, B. A. Bernard, and T. Passeron, "The Skin Aging Exposome," Journal of Dermatological Science 85, no. 3 (2017): 152–161.
4. G. J. Fisher, S. Kang, J. Varani, et al., "Mechanisms of Photoaging and Chronological Skin Aging," Archives of Dermatology 138, no. 11 (2002): 1462–1470.
5. C. S. Cai, G. J. He, and F. W. Xu, "Advances in the Applications of Extracellular Vesicle for the Treatment of Skin Photoaging: A Comprehensive Review," International Journal of Nanomedicine 18 (2023): 6411–6423.
6. H. Valadi, K. Ekström, A. Bossios, M. Sjöstrand, J. J. Lee, and J. O. Lötvall, "Exosome-Mediated Transfer of mRNAs and microRNAs Is a Novel Mechanism of Genetic Exchange Between Cells," Nature Cell Biology 9, no. 6 (2007): 654–659.
7. M. Colombo, G. Raposo, and C. Théry, "Biogenesis, Secretion, and Intercellular Interactions of Exosomes and Other Extracellular Vesicles," Annual Review of Cell and Developmental Biology 30 (2014): 255–289.
8. B. Zhang, M. Wang, A. Gong, et al., "HucMSC-Exosome Mediated-Wnt4 Signaling Is Required for Cutaneous Wound Healing," Stem Cells 33, no. 7 (2015): 2158–2168.
9. A. Prasai, J. W. Jay, D. Jupiter, S. E. Wolf, and A. El Ayadi, "Role of Exosomes in Dermal Wound Healing: A Systematic Review," Journal of Investigative Dermatology 142 (2022): 662–678.e8.
10. Y. J. Kim, S. M. Yoo, H. H. Park, et al., "Exosomes Derived From Human Umbilical Cord Blood Mesenchymal Stem Cells Stimulate Rejuvenation of Human Skin," Biochemical and Biophysical Research Communications 493, no. 2 (2017): 1102–1108.
11. M. Oh, J. Lee, Y. J. Kim, W. J. Rhee, and J. H. Park, "Exosomes Derived From Human Induced Pluripotent Stem Cells Ameliorate the Aging of Skin Fibroblasts," International Journal of Molecular Sciences 19, no. 6 (2018): 1715.
12. L. Wang, L. Hu, X. Zhou, et al., "Exosomes Secreted by Human Adipose Mesenchymal Stem Cells Promote Scarless Cutaneous Repair by Regulating Extracellular Matrix Remodeling," Scientific Reports 7 (2017): 13321.
13. S. C. Guo, S. C. Tao, W. J. Yin, X. Qi, T. Yuan, and C. Q. Zhang, "Exosomes Derived From Platelet-Rich Plasma Promote the Re-Epithelization of Chronic Cutaneous Wounds via Activation of YAP in a Diabetic Rat Model," Theranostics 7, no. 1 (2017): 81–96.
14. A. Sharma, A. Yadav, A. Nandy, and S. Ghatak, "Insight Into the Functional Dynamics and Challenges of Exosomes in Pharmaceutical Innovation and Precision Medicine," Pharmaceutics 16, no. 6 (2024): 709.
15. C. Yang, M. Zhang, J. Sung, L. Wang, Y. Jung, and D. Merlin, "Autologous Exosome Transfer: A New Personalised Treatment Concept to Prevent Colitis in a Murine Model," Journal of Crohn's & Colitis 14, no. 6 (2019): 841–855.
16. G. Bai, T. M. Truong, G. N. Pathak, L. Benoit, and B. Rao, "Clinical Applications of Exosomes in Cosmetic Dermatology," Skin Health and Disease 4, no. 6 (2024): e348.
17. A. Domaszewska-Szostek, M. Krzyżanowska, A. Polak, and M. Puzianowska-Kuźnicka, "Effectiveness of Extracellular Vesicle Application in Skin Aging Treatment and Regeneration: Do We Have Enough Evidence From Clinical Trials?," International Journal of Molecular Sciences 26, no. 5 (2025): 2354.
18. C. Liang, Y. Yi, J. Li, et al., "Unveiling Exosomes in Combating Skin Aging: Insights Into Resources and Challenges," Stem Cell Research & Therapy 16, no. 1 (2025): 474.
19. W. J. Nahm, C. Nikas, M. Goldust, et al., "Exosomes in Dermatology: A Comprehensive Review of Current Applications," International Journal of Dermatology 64, no. 11 (2025): 1995–2010.
20. S. B. Dayel and R. S. Hussein, "Exosomes in Dermatology: Emerging Roles in Skin Health and Disease," Pharmaceutics 17, no. 5 (2025): 600.
21. C. Théry, K. W. Witwer, E. Aikawa, et al., "Minimal Information for Studies of Extracellular Vesicles 2023 (MISEV2023): Guidelines for the Field of Extracellular Vesicle Research," Journal of Extracellular Vesicles 12, no. 2 (2023): e12381.
22. L. Cui, Y. Song, Z. Hou, L. Yang, S. Guo, and C. Wang, "From Bench to Bedside: The Research Status and Application Opportunity of Extracellular Vesicles and Their Engineering Strategies in the Treatment of Skin Defects," Journal of Nanobiotechnology 23, no. 1 (2025): 375.
23. A. K. Gupta, T. Wang, J. A. Rapaport, et al., "Therapeutic Potential of Extracellular Vesicles (Exosomes) Derived From Platelet-Rich Plasma in Dermatology," Journal of Cosmetic Dermatology 24, no. 2 (2025): e16709.
24. H. Sreeraj, R. AnuKiruthika, K. S. Tamilselvi, and D. Subha, "Exosomes for Skin Treatment: Therapeutic and Cosmetic Applications," Nano TransMed 3 (2024): 100048.
25. X. Lei, S. Ring, S. Jin, S. Singh, and K. Mahnke, "Extracellular Vesicles and Their Role in Skin Inflammatory Diseases: From Pathogenesis to Therapy," International Journal of Molecular Sciences 26, no. 8 (2025): 3827.
26. T. Dal'Forno-Dini, M. S. Birck, M. Rocha, et al., "Exploring the Reality of Exosomes in Dermatology," Anais Brasileiros de Dermatologia 100, no. 1 (2025): 121–130.
27. Y. Zhang, Y. Pan, X. Liu, et al., "Exosomes Derived From Human Umbilical Cord Blood Mesenchymal Stem Cells Stimulate Regenerative Wound Healing via Transforming Growth Factor-β Receptor Inhibition," Stem Cell Research & Therapy 12, no. 1 (2021): 434.
28. D. Xu and H. Tahara, "The Role of Exosomes and microRNAs in Senescence and Aging," Advanced Drug Delivery Reviews 65, no. 3 (2013): 368–375.
29. L. J. Villarreal-Gómez, S. Origel-Lucio, D. A. Hernández-Hernández, and G. L. Pérez-González, "Use of Exosomes for Cosmetics Applications," Cosmetics 12, no. 1 (2025): 9.
30. A. H. Najafabadi, M. H. Soheilifar, and N. Masoudi-Khoram, "Exosomes in Skin Photoaging: Biological Functions and Therapeutic Opportunity," Cell Communication and Signaling 22, no. 1 (2024): 32.
31. M. A. Tienda-Vázquez, J. M. Hanel, E. M. Márquez-Arteaga, et al., "Exosomes: A Promising Strategy for Repair, Regeneration and Treatment of Skin Disorders," Cells 12, no. 12 (2023): 1625.
32. A. Thakur, D. Shah, D. Rai, et al., "Therapeutic Values of Exosomes in Cosmetics, Skin Care, Tissue Regeneration, and Dermatological Diseases," Cosmetics 10, no. 2 (2023): 65.
33. M. A. Nilforoushzadeh, M. Heidari-Kharaji, T. Fakhim, et al., "Efficacy Evaluation of Endolift Laser for Treatment of Nasolabial Folds and Marionette Lines," Skin Research and Technology 29, no. 10 (2023): e13480.
34. B. X. Ho, A. K. K. Teo, and N. H. J. Ng, "Innovations in Bio-Engineering and Cell-Based Approaches to Address Immunological Challenges in Islet Transplantation," Frontiers in Immunology 15 (2024): 1375177.

【全文结束】